مطالعه حفاظت انجمادی بذور کلزا (Brassica napus L.) به روش شیشه ای شدن

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

1 کارشناس ارشد اصلاح نباتات، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد کرمانشاه، باشگاه پژوهشگران جوان و نخبگان، کرمانشاه

2 دانشجوی دوره دکتری اصلاح نباتات (ژنتیک)، گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی دانشگاه بوعلی سینا، همدان

3 استادیار گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی دانشگاه بوعلی سینا، همدان

4 کارشناس بخش پژوهشی، دانشگاه علوم پزشکی همدان

چکیده

در این آزمایش، حفاظت انجمادی به ­روش شیشه­ای­شدن بذور دو ژنوتیپ کلزا به نام­های آرک-2 (ARC-2) و میلینا (Milena) با دو نوع محلول حفاظت­کنندهPVS2  و PVS3 در 5 سطح زمانی (20، 40، 60، 80 و 100 دقیقه) انجام شد. این آزمایش به­صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار انجام شد. نتایج حاصل از تجزیه واریانس برای صفت درصد جوانه­زنی تفاوت­های معنی­داری را بین زمان­های مختلف تیمار بذور، ژنوتیپ­ها و اثر متقابل این دو فاکتور در سطح 1 درصد و همچنین اثر متقابل زمان تیمار با نوع محلول حفاظت­کننده در سطح احتمال 5 درصد نشان دادند. تیمار بذور کلزا رقم میلینا (Milena) با محلول­های محافظت­کننده به­مدت 100 دقیقه بیش­ترین میزان جوانه­زنی را در مقایسه با سایر تیمارها نشان داد. همچنین تیمار بذور کلزا به­مدت 100 دقیقه با محلول PVS2 و زمان­های 20 و 60 دقیقه با محلول PVS3 در مقایسه با سایر ترکیبات تیماری بیش­ترین درصد جوانه­زنی را نشان دادند. زمان­های مختلف تیمار بذور، ژنوتیپ­ها و اثر متقابل این دو تفاوت­های معنی­داری را در سطح احتمال 1 درصد و اثر متقابل ژنوتیپ در نوع محلول و اثر متقابل سه­گانه تفاوت­های معنی­داری را در سطح احتمال 5 درصد برای صفت طول ریشه­چه نشان دادند. به­طوری­که 20 دقیقه تیمار بذور کلزا رقم میلینا (Milena) با محلول حفاظت­کننده PVS3 بیش­ترین میزان طول ریشه­چه را ایجاد کرد. در ارتباط با صفت طول ساقه­چه زمان­های مختلف تیمار بذور و همچنین اثرات متقابل سه­گانه ژنوتیپ، نوع محلول و زمان تیمار در سطح 01/0 معنی­دار شدند که ترکیب تیماری 60 دقیقه تیمار بذور کلزا رقم آرک-2 (ARC-2) با محلول PVS3 بیش­ترین میزان طول ساقه­چه را در مقایسه با سایر تیمارها ایجاد کرد.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Study of Cryopreservation in Rapeseed (Brassica napus L.) Seeds by Vitrification Method

نویسندگان [English]

  • Mohsen mansori 1
  • mehdi kakaee 2
  • mohammad reza abdollahi 3
  • shirin sharifi 4
چکیده [English]

In this experiment, cryopreservation of rapeseed seeds (Milena and ARC-2 cultivars ) via vitrification method was carried out using two protective solutions, PVS2 and PVS3 at 5 treatment times (20, 40, 60, 80 and 100 min). The experiment was conducted as a factorial based on completely Randomized Design with three replications. The results showed significant differences (p<0.01) between different treatment times, genotypes and interactions of these two factor for germination percentage. Also, interactions of treatment times and protective solutions were significant (p<0.05) for germination percentage. Treatment of rapeseed seeds (Milena cultivar) with protective solution for 100 min showed the highest germination compared with to other treatments. Also, treatment of rapeseed seeds with PVS2 solution for 100 min and with PVS3 for 20 and 60 min showed the highest germination percentage, respectively, compared to other treatment. Concerning the trait of root length, the treatment time and genotype and their interaction showed a significant differences (p<0.01). The interaction of genotype and protective solution and also triple interaction of three factors showed significant effect (p< 0.05) on root length of rapeseed seeds. So, treatment of rapeseed seeds with PVS3 solution for 20 min produced the highest mean for root length. Different times of treatment and also, the triple interactions of genotype, kind of solution and time of treatment showed significant effects (p<0.01) on shoot length of rapeseed seeds. Treatment of rapeseed seeds (cultivar of ARC-2) with PVS3 solution created the highest shoot length compared to other treatments.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Rapeseed
  • Cryopreservation
  • Vitrification
  • Protective solution
  • Seed germination
Ashmore, S. E. 1997. Status report on the development and application of in vitro technique for the conservation and use of plant genetic resources.IPGRI, Rome, 67pp.

Belletti, P., Lanteri, S., Lepori, G., Nassi, M. O. and  Quagliotti, L. 1990. Factors related to the cryopreservation of pepperand egg plant seeds. Advanced Horticulture Science, 4: 118-120.

Benson, E., Wilkinson, M., Todd, A., Ekuere, V. and  Lyon, I.  1996. Development competence and ploidy stability in plants regenerated from cryopreserved potato shoot tips. Cryo-Letters,17:119-128.

Benzing, D. H.  2000. Bromeliaceae: profile of an adaptive radiation. New York, Cambridge University Press.

 Chmielarz, P. 2010. Cryopreservation of the non-dormant orthodox seeds of Ulmus glabra. Acta Biologica Hungarica, 61: 224-233.

Gonçalves, S., Fernandes, L., Pérez-García, F., González-Benito, M. E. and Romano, A. 2009. Germination requirements and cryopreservation tolerance of seeds of the endangered species Tuberaria major. Seed Science and Technology, 37: 480-484.

Kakaei, M. 2009. Effects of genotype and drought stress on physiological, morphological, phonological and biochemical traits in winter rape (Brassica napus L.). M. Sc. Thesis, Islamic azad university, kermansha - Iran.

Kholina, A. B. and Voronkova,  N. M. 2012. Seed cryopreservation of some medicinal legumes. Journal of Botany, 10: 165-172.

Li, Y., Qu, J., Dong, Z., Wang, T. and An, L. 2008. Storage behavior of Zygophyllum xanthoxylon (Bge.) Maxim seeds at low moisture contents. Acta Physiologiae Plantarum, 30: 651-656.

Lynch, P. T., Benson, E. E. and Harding, K. 2007. Invited commentary climate change: the role of ex situ and cryo-conservation in the future security of economi­cally important, vegetatively propagated plants. Journal of Horticultural Science and Biotechnology,82: 157-160.

Martinkova, Z. and Honěk, A. 2007. The effect of cryopreservation on germination of dandelion seeds. Plant Protection Science, 43:63-67.

Moukadiri, O., Deming, J., O’Connor, J. B. and Cornyo, M. J. 1999. Phenotypic characterization of the progenies of rice plants derived from cryopreserved calli. Plant Cell Report, 18: 625-632.

Sakai, A., Kobayashi, S. and Oiyama, I. 1990. Cryopreservation of nuclear cells of navel orange (Citrus sinensis Osb. var. brasiliensis Tanaka) by vitrification. Plant Cell Report, 9: 30-33.

Towill, L. E. 1991. Cryopreservation In Dodds J. H. (eds), In vitro methods for conservation of plant genetic resources. Chapman and Hall, London, 41-70 pp.

Volk, G. M., Harris, J. L. and Rotindo, K. E. 2006. Survival of mint shoot tips after exposure to cryoprotectant solution components. Cryobiology, 52: 305-308.

Wakui, K., Sato, C., Takahata, Y. and Kaizuma, N. 1998. Long-term storage and cryopreservation of desiccated microspore-derived embryos in Brassica spp. Plant Biotechnology, 15: 123-126.