تولید جنیــن های ســـوماتیکی در اندام های مختــلف دو رقــم نخــود زراعـی (Cicer arietinum L.)

نوع مقاله: علمی - پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار گروه باغبانی دانشکده کشاورزی دانشگاه کردستان، سنندج

2 دانشجوی سابق کارشناسی ارشد گروه باغبانی دانشکده کشاورزی دانشگاه آزاد اسلامی واحد کرمانشاه، کرمانشاه

3 استادیار گروه زراعت دانشکده کشاورزی دانشگاه آزاد اسلامی واحد کرمانشاه، کرمانشاه

چکیده

عدم­وجود سیستم مؤثر و کارآ برای باززایی گیاه نخود در شرایط درون­شیشه‌ای، یکی از محدودیت‌های اصلی در رابطه با دست­ورزی سلولی و ژنتیکی نخود می‌باشد. از طریق تکنولوژی کشت بافت، ارتقاء و بهبود این محصول جهت ایجاد و توسعه ارقام مقاوم به بیماری و واریته‌های پرعملکرد فراهم می­گردد. در دو دهه اخیر برای تولید گیاهان تراریخته و انتقال ژن با استفاده از تکنیک­های جدید مانند جنین­زایی سوماتیکی و تولید کالوس مطالعات وسیعی در دست اجراست. در این مطالعه برای انگیزش جنین­زایی سوماتیکی در نخود زراعی از ارقام پیروز و کاکا استفاده شد. برای انجام آزمایش از ریزنمونه­های مختلف (برگ، هیپوکوتیل و اپی­کوتیل) و غلظت­های مختلف تنظیم­کننده­های مختلف رشد (زآتین (Zea)، بنزیل­آدنین (BA)، نفتالیناستیک اسید (NAA) و 2،4 – دی­کلروفنوکسی­استیک اسید (2,4-D)) استفاده شد. آزمایشات شامل دو مرحله بود؛ مرحله اول انگیزش کالوس جنین­زا و مرحله دوم جنین­زایی سوماتیکی کالوس­های جنین­زا روی محیط­کشت موراشیگ و اسکوگ (MS) حاوی چهار غلظت (2، 3، 4 و5 میلی­گرم در لیتر) 2,4-D و NAA تولید شدند. حداکثر کالوس جنین­زا در رقم کاکا از ریزنمونه هیپوکوتیل (3/96%) روی محیط­کشت حاوی 5 میلی­گرم در لیتر 2,4-D به­دست آمد. برای تولید جنین­های سوماتیکی، کالوس­های جنین­زا به محیط­کشت MS حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر BA و 2,4-D، محیط­کشت ½ MS حاوی 1 میلی­گرم در لیتر Zea و محیط­کشت MS حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر BA و 1 میلی­گرم در لیتر 2,4-D انتقال داده شدند.  بالاترین فراوانی جنین­ سوماتیکی مرحله قلبی (­33/58%) در رقم کاکا از ریزنمونه­های برگ روی محیط­کشت MS حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر BA و 2,4-D حاصل شد.   

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Somatic Embryogenesis in Different Organs of Two Cultivars Chickpea (Cicer arietinum L.)

نویسندگان [English]

  • ali akbari mozafari 1
  • kazhal kamangar 2
  • liya shoshtari 3
چکیده [English]

The lack of efficient and effective systems for in vitro chickpea regeneration is one of the main limitation related to the cellular and genetically manipulation of chickpea. Through tissue culture technology, chickpea breeding and improvement for the development of disease resistant varieties and varieties for high yield can be provided. In the recent decades, for transgenic plants production and gene transfer by new methods such as somatic embryogenesis and callus production, extensive studies are underway. In this study, to induce Somatic embryogenesis in chickpea (Cicer arietinum L.), the cultivars Piruz and Kaka, was used. Different explants (leaf, hypocotyls, epicotyls) were evaluated, as were different culture media, the composition of which varied in the content of plant growth regulators [Zeatin(Zea) 2,4,- chloro phenoxy acetic acid (2,4-D), Benzyl adenine (BA) and naphtalin acetic acid (NAA)]. The experiments were include two stages. One stage including embryogenic callus and second stage including induction somatic embryos. Embryogenic calli were produced on MS culture medium containing four concentrations of 2,4-D and NAA (2, 3, 4, 5 mg/l). Maximum frequency of embryogenic callus from hypocotyl explants(96.3%) was obtained from the media containing 5 mg/l 2,4-D in Kaka cultivar. Somatic embryos were formed when embryogenic callus were transferred to MS medium containing 0.5 mg/l BA, 2,4-D, half-strength MS containing 1mg/l Zeatin, and MS Medium containing 0.5 mg/l BA and 1 mg/l 2,4-D. Maximum frequency of somatic embryos (58.33%) from leaf explants in cultivar Kaka were obtained from the media containing 0.5­mg/l BA and 2,4-D.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Chickpea
  • Somatic Embryogenesis
  • Callus induction
  • Plant growth regulators
Ali, A., Naz, S. and Iqbal, J. 2007. Effect of different explants and media compositions for efficient somatic embryogenesis in sugarcane. Pakistan of Botany, 39(6): 1961-977.

Amir Islam, M., Zubair, H., Imtiaz, N. and Chaudhary, M. F. 2005. Effect of different plant growth regulators for the Economical Production of in vitro Root Culture of Cicer aritinum L. International Journal of Agriculture and Biology, 7(4):621-626.

Aghaii, M. and Kanooni, H. 2004. Chickpea. Taghbostan Press, 257 pp.

Barna, K. S. and Wakhlu, A. K. 1993. Somatic embryogenesis and plant regeneration from callus cultures of chickpea (Cicer arietinum L.). Plant Cell Reports, 12: 52-524.

Bronner, R., Jeannin, G. and Hahne, G. 1994. Early cellular events-during organogenesis and sonatic embryogenesis induced on immature zygotic embryos of sunflower (Helianthus annuus). Canadian  Journal of  Botany, 72: 239-248.

Dudits, D., Gyorgyey, J., Bogre, L. and Bako, L. 1995. Molecular biology of somatic embryogenesis. cluwer Academic Publishers, 563pp.

Elke, B. and Hess, D. 1994. In vitro regeneration and propagation of chickpea (Cicer arietinum L.)from meristem tips and cotyledonary nodes. In vitro cell Division Biology, 30: 75-80.

Fernandez, H., Perez, C. and Sanchez-Tam, R. 2000. Modulation of the morphogenic potential of the embryonic axis of Juglans regia L. by cultural conditions. Plant Growth Regulation, 30: 125-131.

Gaj, M. D. 2004. Factors influencing somatic embryogenesis induction and plant regeneration with particular reference to Arabidopsis thaliana L. Plant Growth Regulation, 43: 27-47.

Gerdakaneh, M., Mozafari, A. A., Khalighi, A. and Sioseh-mardah, A. 2010. Studies on somatic embryogenesis in strawberry (Fragaria x ananassa Duch.) cultivars through using a range of explants types. Ph.D. thesis. Islamic Azad University, Science and Research Branch of Tehran, Iran.

Iantcheva, A., Vllahova, M., Bakalova, E., Kondorosi, E., Elliott, M. C. and Atanassov, A. 1999. Regeneration of diploid annual medics via direct somatic embryogenesis promoted by thidiazuron and benzylaminopurine. Plant Cell Reports, 18: 904-910.

Jimenez, V. M. and Thomas, C. 2005. Participation of plant hormones in determination and progression of somatic embryogenesis. Plant Cell Monograohs. DOI 10.1007/7089_034/ Published online.

Jimenez, V. M. and Bangerth, F. 2001. Endogenous hormone levels in explants and in embryogenic and nonembryogenic cultures of carrot. Physiology Plant, 111: 389- 395.

Kahrizi, D. and Soorni, J. 2013. Study on shoot regeneration and somatic embryogenesis in cumin (Cuminum cyminum L.) landraces. Biharean Biologist, 7(1):.37-41.

Kiran, G., Sujata, M., Srinathrao, P. B. and Kavi, K. 2010. Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from immature explants of chickpea. Biologia Plantarum,54(1): 121-125.

Kitamiya, E., Suzuki, S., Sano, T. and Nagata, T. 2000. Isolation of two genes that were induced upon the initiation of somatic embryogenesis on carrot hypocotyls by high concentrations of 2,4- D. Plant Cell Reports 19: 551-557.

Krishnamurthy, K. V., Suhasini, K. and Sagar, A. P. 2000. Agrobacterium mediated transformation of chickpea (Cicer arietinum L.)embryo axes. Physiology and Molecular Biology of Plants, 19: 235-240.

Mashayekhi- Nezamabadi, K. 2000. The protein synthesis spectrum during the induction phase of somatic embryogenesis in carrot (Daucus carota L.)culture and the role of nitrogen forms for embryo development. Institute of plant nutrition department of tissue culture Justus Liebig university, Giessen, Germany pp5.

Merkle, S. A., and Nairn, C. J. 2005. Hardwood Tree Biotechnology. In vitro Cellular and Developmental Biology- Plant, 41: 602-619.

Murashige, T. and Skoog, F.1962.A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Plant Physiology, 15: 478-497.

Naz, G. 1995. Phenolics in vitro cultures of chickpea during callogenesis and organogenesis. Ph.D. Thesis. Punjab University, Pakistan.

Naz, S., Ali, A., Siddique, F. A. and Iqbal, I. 2008. Somatic embryogenesis from immature cotyledons and leaf calli of chickpea(Cicer arietinum L.). Pakistan  Journal of  Botany, 40(2): 523-531.

Quiroz -Figueroa, F. R. R., Rojas Herrera, R. M., Galaz Avalos, V. M. and Loyola, V. 2006. Embryo production through somatic embryogenesis can be used to study cell differentiation in plants. Plant Cell Tissue Organ Culture, 86: 285-301 DOI 10.1007/s 11240-006-9139-6.

Rao, B. G. 1990. Regeneration from induced  embryoid of gram (Cicer aritinum L.) Advance of plant Science, 3: 299-302.

Thomas, C., Meyer, D., Himber, C. and Steinmetz, A. 2004. Spatial expression of a sunflower SERK gene during induction of somatic embryogenesis and shoot organogenesis. Plant Physiology and Biochemistry, 42: 35-42.

Tokuji, Y. and Kuriyama, K. 2003. Involvement of gibberellins and cytokinin in the formation of embryogenic cell clumps in carrot (Daucus carota L.). Journal of  Plant Physiology, 160: 133-141.

Victor, J. M. R., Murch, S. J., KrishnaRaj, S. and Saxena, P. K. 1999. Somatic embryogenesis and organogenesis in peanut: The role of thidiazuron and N6-benzylaminopurine in the induction of plant morphogenesis. Plant Growth Regulation, 28: 9-15.

Zare, A. R., Solouki, M., Omidi, M. and Irvani, N. 2010. Callua induction and plant regeneration in ferula assa Foetida L. Trakia Journal of Sciences, 8(1): 11-18.